دوشنبه 3 دی 1403
[Archive]
دوره 12، شماره 3 - ( 1-1393 )
جلد 12 شماره 3 صفحات 204-199 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Khalili M A, Dehghan M, Nazari S, Agha-Rahimi A. Assessment of ovarian tissues autografted to various body sites followed by IVM in mouse. IJRM 2014; 12 (3) :199-204
URL: http://ijrm.ir/article-1-520-fa.html
URL: http://ijrm.ir/article-1-520-fa.html
خلیلی محمد علی، دهقان مریم، نظری سعیده، آقا رحیمی اعظم. ارزیابی پیوند اتوگرافت بافت تخمدان به نقاط مختلف بدن به دنبال بلوغ تخمک آزمایشگاهی در موش . International Journal of Reproductive BioMedicine. 1393; 12 (3) :199-204
محمد علی خلیلی1 
، مریم دهقان* 2، سعیده نظری3 ، اعظم آقا رحیمی3
، مریم دهقان* 2، سعیده نظری3 ، اعظم آقا رحیمی3
1- گروه بیولوژی و علوم تشریحی، مرکز تحقیقاتی و درمانی ناباروری، دانشگاه علوم پزشکی شهید صدوقی، یزد، ایران
2- گروه بیولوژی و علوم تشریحی، مرکز تحقیقاتی زیست پزشکی اعصاب، دانشگاه علوم شهید صدوقی، یزد، ایران ،sun_beluga @yahoo.com
3- مرکز تحقیقاتی و درمانی ناباروری، دانشگاه علوم پزشکی شهید صدوقی، یزد، ایران
2- گروه بیولوژی و علوم تشریحی، مرکز تحقیقاتی زیست پزشکی اعصاب، دانشگاه علوم شهید صدوقی، یزد، ایران ،
3- مرکز تحقیقاتی و درمانی ناباروری، دانشگاه علوم پزشکی شهید صدوقی، یزد، ایران
چکیده: (2666 مشاهده)
مقدمه: پیوند بافت تخمدان برای حفظ باروری یه یک روش اورژانسی میباشد. علاوه بر این، بلوغ آزمایشگاهی (IVM) از اووسیتهای به دست آمده از بافت تخمدان ممکن است بر نقص باروری در بعضی از موارد خاص فائق آید.
هدف: هدف این مطالعه ارزیابی بهترین مکان برای پیوند بافت تخمدان در موش سوری بود همچنین، امکان سنجی از بلوغ آزمایشگاهی (IVM) اووسیتهای به دست آمده از بافت تخمدان اتوگراف تازه مورد بررسی قرار گرفتند.
مواد و روشها: در این مطالعه از موش ماده 6 هفته استفاده شد و نیمی از تخمدان به صورت اتوگراف به زیر کپسول کلیه (K) و عضله پشت (B) و ماهیچه ساق پا (L) پیوند زده شد و وسط هورمون گنادوتروپین پس از پیوند تخمدان تحریک گذاری شد. سپس توانایی تخمک ها به بلوغ بعد IVM مورد بررسی قرار گرفت. 14 روز پس از پیوند ، تخمدان پیوند شده بازیافت شد و مورد پردازش بافت شناسی و ارزیابی فولیکول در مقایسه با گروه شاهد قرار گرفت. همچنین بلوغ آزمایشگاهی (IVM ) اووسیت های به دست آمده از بافت تخمدان مورد بررسی قرار گرفت.
نتایج: تعداد کل فولیکول در پیوند تخمدان زیر کپسول کلیه به طور معنی داری بالاتر بود (3/17±3/5) و فولیکولهای آنترال تنها در پیوند تخمدان زیر کپسول کلیه مشاهده شد. تعداد تخمک نابالغ بازیابی شده با استفاده از تکنیک IVM درگروه پیوند تخمدان زیر کپسول کلیه به طور معنیداری بالاتر از گروههای دیگر بود (0/016=p=0/008, p).
نتیجهگیری: کپسول کلیه مکان امیدوارکننده برای اتوگرافت بافت تخمدان در موش است که منجر به بقای فولیکولی بهتر و نتایج IVM موفقیت آمیزتری میشود.
هدف: هدف این مطالعه ارزیابی بهترین مکان برای پیوند بافت تخمدان در موش سوری بود همچنین، امکان سنجی از بلوغ آزمایشگاهی (IVM) اووسیتهای به دست آمده از بافت تخمدان اتوگراف تازه مورد بررسی قرار گرفتند.
مواد و روشها: در این مطالعه از موش ماده 6 هفته استفاده شد و نیمی از تخمدان به صورت اتوگراف به زیر کپسول کلیه (K) و عضله پشت (B) و ماهیچه ساق پا (L) پیوند زده شد و وسط هورمون گنادوتروپین پس از پیوند تخمدان تحریک گذاری شد. سپس توانایی تخمک ها به بلوغ بعد IVM مورد بررسی قرار گرفت. 14 روز پس از پیوند ، تخمدان پیوند شده بازیافت شد و مورد پردازش بافت شناسی و ارزیابی فولیکول در مقایسه با گروه شاهد قرار گرفت. همچنین بلوغ آزمایشگاهی (IVM ) اووسیت های به دست آمده از بافت تخمدان مورد بررسی قرار گرفت.
نتایج: تعداد کل فولیکول در پیوند تخمدان زیر کپسول کلیه به طور معنی داری بالاتر بود (3/17±3/5) و فولیکولهای آنترال تنها در پیوند تخمدان زیر کپسول کلیه مشاهده شد. تعداد تخمک نابالغ بازیابی شده با استفاده از تکنیک IVM درگروه پیوند تخمدان زیر کپسول کلیه به طور معنیداری بالاتر از گروههای دیگر بود (0/016=p=0/008, p).
نتیجهگیری: کپسول کلیه مکان امیدوارکننده برای اتوگرافت بافت تخمدان در موش است که منجر به بقای فولیکولی بهتر و نتایج IVM موفقیت آمیزتری میشود.
نوع مطالعه: Original Article |
فهرست منابع
1. Soleimani R, Heytens E, Van den Broecke R, Rottiers I, Dhont M, Cuvelier CA, et al. Xenotransplantation of cryopreserved human ovarian tissue into murine back muscle. Hum Reprod 2010; 25: 1458-1470. [DOI:10.1093/humrep/deq055]
2. Liu L, Wood GA, Morikawa L, Ayearst R, Fleming C, McKerlie C. Restoration of fertility by orthotopic transplantation of frozen adult mouse ovaries. Hum Reprod 2008; 23: 22-128.
3. Torrents E, Boiso I, Barri PN, Veiga A. Applications of ovarian tissue transplantation in experimental biology and medicine. Hum Reprod Update 2003; 9: 471-481. [DOI:10.1093/humupd/dmg036]
4. Liu J, Van der Elst J, Van den Broecke R, Dhont M. Early massive follicle loss and apoptosis in heterotopically grafted newborn mouse ovaries. Hum Reprod 2002; 17: 605-611. [DOI:10.1093/humrep/17.3.605]
5. Soleimani R, Van der Elst J, Heytens E, Van den Broecke R, Gerris J, Dhont M, et al. Back muscle as a promising site for ovarian tissue transplantation, an animal model. Hum Reprod 2008; 23: 619-626. [DOI:10.1093/humrep/dem405]
6. Terazono T, Inoue M, Kaedei Y, Tanihara F, Namula Z, Viet VL, et al. Assessment of canine ovaries autografted to various body sites. Therioenology 2012; 77: 131-138. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2011.07.026]
7. Dath C, Van Eyck AS, Dolmans MM, Romeu L, Delle Vigne L, Donnez J, et al. Xenotransplantation of human ovarian tissue to nude mice: comparison between four grafting sites. Hum Reprod 2010; 25: 1734-1743. [DOI:10.1093/humrep/deq131]
8. Yang HY, Cox SL, Jenkin G, Findlay J, Trounson A, Shaw J. Graft site and gonadotrophin stimulation influences the number and quality of oocytes from murine ovarian tissue grafts. Reproduction 2006; 131: 851-859. [DOI:10.1530/rep.1.00916]
9. von Schonfeldt V, Chandolia R, Kiesel L, Nieschlag E, Schlatt S, Sonntag B. Advanced follicle development in xenografted prepubertal ovarian tissue: the common marmoset as a nonhuman primate model for ovarian tissue transplantation. Fertil Steril 2011; 95: 1428-1434. [DOI:10.1016/j.fertnstert.2010.11.003]
10. Terazono T, Kaedei Y, Tanihara F, Namula Z, Viet V, Takagi M, et al. Follicle Formation in the Canine Ovary After Autografting to a Peripheral Site. Reprod Domest Anim 2012; 47: 16-21. [DOI:10.1111/j.1439-0531.2011.01880.x]
11. Liu J, Van der Elst J, Van den Broecke R, Dhont M. Live offspring by in vitro fertilization of oocytes from cryopreserved primordial mouse follicles after sequential in vivo transplantation and in vitro maturation. Biol Reprod 2001; 64: 171-178. [DOI:10.1095/biolreprod64.1.171]
12. Li S, Qin BL, Li WL, Shi ZD, Tian YB, Chen XJ. Offspring from heterotopic transplantation of newborn mice ovaries. Reprod Domest Anim 2009; 44: 764-770. [DOI:10.1111/j.1439-0531.2008.01069.x]
13. Silber SJ. Ovary cryopreservation and transplantation for fertility preservation. Mol Hum Reprod 2012; 18: 59-67. [DOI:10.1093/molehr/gar082]
14. Soleimani R, Heytens E, Van den Broecke R, Rottiers I, Dhont M, Cuvelier CA, et al. Xenotransplantation of cryopreserved human ovarian tissue into murine back muscle. Hum Reprod 2010; 25: 1458-1470. [DOI:10.1093/humrep/deq055]
15. Deleuze S, Goudet G, Caillaud M, Lahuec C, Duchamp G. Efficiency of embryonic development after intrafollicular and intraoviductal transfer of in vitro and in vivo matured horse oocytes. Therioenology 2009; 72: 203-209. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2009.02.001]
16. Nazari S, Khalili M, Esmaielzadeh F, Mohsenzadeh M. Maturation capacity, morphology and morphometric assessments of human immature oocytes after vitrification and in vitro maturation. Iran J Reprod Med 2011; 9: 209-216.
17. Mohsenzadeh M, Khalili M, Nazari S, Hemayatkhah Jahromi V, Agharahimi A, Halvaei I. Effect of vitrification on morphology and in-vitro maturation outcome of human immature oocytes. Ital J Anat Embryol 2012; 117: 190-198.
18. Abir R, Nitke S, Ben-Haroush A, Fisch B. In vitro maturation of human primordial ovarian follicles: Clinical significance, progress in mammals, and methods for growth evaluation. Histol Histopathol 2006; 21: 887-898.
19. Dissen GA, Lara HE, Fahrenbach WH, Costa ME, Ojeda SR. Immature rat ovaries become revascularized rapidly after autotransplantation and show a gonadotropin-dependent increase in angiogenic factor gene expression. Endocrinology 1994; 134: 1146-1154. [DOI:10.1210/endo.134.3.8119153]
20. Li F, Tao Y, Zhang Y, Li Y, Fang F, Liu Y, et al. Follicle growth and oocyte development after ovary transplantation into back muscle of immune-intact adult castrated male mice. Reproduction 2010; 140: 465-476. [DOI:10.1530/REP-10-0076]
21. Kagawa N, Sakurai Y, Miyano T, Manabe N. Effects of long-term grafting on follicular growth in porcine ovarian cortical grafts xenoplanted to severe combined immunodeficient (SCID) mice. J Reprod Dev 2005; 51: 77-85. [DOI:10.1262/jrd.51.77]
22. Kaneko H, Kikuchi K, Noguchi J, Hosoe M, Akita T. Maturation and fertilization of porcine oocytes from primordial follicles by a combination of xenografting and in vitro culture. Biol Reprod 2003; 69: 1488-1493. [DOI:10.1095/biolreprod.103.017038]
23. Cleary M, Paris MC, Shaw J, Jenkin G, Trounson A. Effect of ovariectomy and graft position on cryopreserved common wombat (Vombatus ursinus) ovarian tissue following xenografting to nude mice. Reprod Fertil Dev 2003; 15: 333-342. [DOI:10.1071/RD03063]
24. Reynaud K, Driancourt MA. Oocyte maturation. Mol Cell Endocrinol 2000; 163: 101-108. [DOI:10.1016/S0303-7207(99)00246-4]
25. Dolmans MM, Martinez-Madrid B, Gadisseux E, Guiot Y, Yuan WY, Torre A and et al. Short-term transplantation of isolated human ovarian follicles and cortical tissue into nude mice. Reproduction 2007; 134: 253-262. [DOI:10.1530/REP-07-0131]
26. Israely T, Nevo N, Harmelin A, Neeman M, Tsafriri A. Reducing ischaemic damage in rodent ovarian xenografts transplanted into granulation tissue. Hum Reprod 2006; 21: 1368-1379. [DOI:10.1093/humrep/del010]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
