چهارشنبه 5 اردیبهشت 1403
[Archive]
دوره 13، شماره 10 - ( 7-1394 )
جلد 13 شماره 10 صفحات 622-615 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Karami Shabankareh H, Shahsavari M H, Hajarian H, Moghaddam G. In vitro developmental competence of bovine oocytes: Effect of corpus luteum and follicle size. IJRM 2015; 13 (10) :615-622
URL: http://ijrm.ir/article-1-597-fa.html
URL: http://ijrm.ir/article-1-597-fa.html
کرمی شبانکاره حامد، شهسواری محمد حامد، حجاریان هادی، مقدم غلام علی. شایستگی تکاملی تخمک های گاوی در شرایط برون تنی: اثر حضور جسم زرد و اندازه فولیکولی. International Journal of Reproductive BioMedicine. 1394; 13 (10) :615-622
1- آزمایشگاه لقاح برون تنی و انتقال رویان، گروه علوم دامی، دانشگاه رازی، کرمانشاه، ایران ، hkaramishabankareh@yahoo.com
2- آزمایشگاه لقاح برون تنی و انتقال رویان، گروه علوم دامی، دانشگاه رازی، کرمانشاه، ایران
3- گروه علوم دامی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز، تبریز، ایران
2- آزمایشگاه لقاح برون تنی و انتقال رویان، گروه علوم دامی، دانشگاه رازی، کرمانشاه، ایران
3- گروه علوم دامی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز، تبریز، ایران
چکیده: (2492 مشاهده)
مقدمه: مطالعات گذشته تناقضات بسیاری را در رابطه با اثرات جسم زرد و اندازه های مختلف فولیکولی بر شایستگی تکاملی تخمک ها گزارش داده اند.
هدف: هدف این مطالعه بررسی اثرات جسم زرد، اندازه های مختلف فولیکولی و اثرات متقابل این دو عامل در شایستگی تکاملی تخمک های گاوی بوده است.
مواد و روش ها: پس از دسته بندی تخمدان ها بر اساس حضور یا عدم حضور جسم زرد، فولیکول های مورد نظر بر طبق قطر خود به سه گروه کوچک (3-6 میلی مترS: )، متوسط (6-9 میلی متر :M) و بزرگ (10-20 میلی متر :L) تقسیم شدند. سپس تخمک های بدست آمده در هر گروه وارد فرآیند تولید برون تنی رویان گردیدند.
نتایج: نتایج حاصله نشان داد که میزان تولید بلاستوسیست از تخمک های استحصالی از فولیکول های کوچک و متوسط تخمدان های واجد زرد (به ترتیب CL+S-oocytes و CL+M-oocytes) کمتر از این مقادیر در تخمدان های فاقد جسم زرد (به ترتیب CL-S-oocytes و CL-M-oocytes) بود (به ترتیب، 30/8% و 33/6% در برابر 36/9% و 38/7%). اگرچه درصد تولید بلاستوسیست از CL-M-oocytes و CL-L-oocytes بیشتر از آن مقادیر در CL+S-oocytes و CL+M-oocytes بود، اما هیچ تفاوت معنی داری در رابطه با تولید بلاستوسیست بین گروه کنترل (C-oocytes)، CL-S-oocytes و CL+L-oocytes وجود نداشت.
نتیجه گیری: بر اساس نتایج مطالعه حاضر اثر منفی جسم زرد بر شایستگی تکاملی تخمک های گاوی به اندازه فولیکولی وابسته است. بنابراین تخمک های منشأ گرفته از فولیکول های بزرگ و رشد یافته به اندازه ای که تخمک های منشأ گرفته از فولیکول های کوچک و متوسط از اثرات منفی جسم زرد متأثر شده اند، تحت تأثیر قرار نگرفتند.
هدف: هدف این مطالعه بررسی اثرات جسم زرد، اندازه های مختلف فولیکولی و اثرات متقابل این دو عامل در شایستگی تکاملی تخمک های گاوی بوده است.
مواد و روش ها: پس از دسته بندی تخمدان ها بر اساس حضور یا عدم حضور جسم زرد، فولیکول های مورد نظر بر طبق قطر خود به سه گروه کوچک (3-6 میلی مترS: )، متوسط (6-9 میلی متر :M) و بزرگ (10-20 میلی متر :L) تقسیم شدند. سپس تخمک های بدست آمده در هر گروه وارد فرآیند تولید برون تنی رویان گردیدند.
نتایج: نتایج حاصله نشان داد که میزان تولید بلاستوسیست از تخمک های استحصالی از فولیکول های کوچک و متوسط تخمدان های واجد زرد (به ترتیب CL+S-oocytes و CL+M-oocytes) کمتر از این مقادیر در تخمدان های فاقد جسم زرد (به ترتیب CL-S-oocytes و CL-M-oocytes) بود (به ترتیب، 30/8% و 33/6% در برابر 36/9% و 38/7%). اگرچه درصد تولید بلاستوسیست از CL-M-oocytes و CL-L-oocytes بیشتر از آن مقادیر در CL+S-oocytes و CL+M-oocytes بود، اما هیچ تفاوت معنی داری در رابطه با تولید بلاستوسیست بین گروه کنترل (C-oocytes)، CL-S-oocytes و CL+L-oocytes وجود نداشت.
نتیجه گیری: بر اساس نتایج مطالعه حاضر اثر منفی جسم زرد بر شایستگی تکاملی تخمک های گاوی به اندازه فولیکولی وابسته است. بنابراین تخمک های منشأ گرفته از فولیکول های بزرگ و رشد یافته به اندازه ای که تخمک های منشأ گرفته از فولیکول های کوچک و متوسط از اثرات منفی جسم زرد متأثر شده اند، تحت تأثیر قرار نگرفتند.
نوع مطالعه: Original Article |
فهرست منابع
1. Mermillod P, Marchal R. Oocyte of domestic mammals: a model for the study of in vitro maturation. Contracep Fertil Sex 1999; 27: 440-448.
2. Lonergan P, Gutiérrez‐Adán A, Rizos D, Pintado B, De La Fuente J, Boland MP. Relative messenger RNA abundance in bovine oocytes collected in vitro or in vivo before and 20 hr after the preovulatory luteinizing hormone surge. Mol Reprod Dev 2003; 66: 297-305. [DOI:10.1002/mrd.10357]
3. Alm H, Torner H, Löhrke B, Viergutz T, Ghoneim I, Kanitz W. Bovine blastocyst development rate in vitro is influenced by selection of oocytes by brillant cresyl blue staining before IVM as indicator for glucose-6-phosphate dehydrogenase activity. Theriogenology 2005; 63: 2194-2205. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2004.09.050]
4. Lonergan P, Fair T, Corcoran D, Evans A. Effect of culture environment on gene expression and developmental characteristics in IVF-derived embryos. Theriogenology 2006; 65: 137-152. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2005.09.028]
5. Karami-Shabankareh H, Mirshamsi SM. Selection of developmentally competent sheep oocytes using the brilliant cresyl blue test and the relationship to follicle size and oocyte diameter. Small Ruminant Research 2012; 105: 244-249. [DOI:10.1016/j.smallrumres.2012.02.017]
6. Contreras-Solis I, Diaz T, Lopez G, Caigua A, Lopez-Sebastian A, Gonzalez-Bulnes A. Systemic and intraovarian effects of corpus luteum on follicular dynamics during estrous cycle in hair breed sheep. Anim Reprod Sci 2008; 104: 47-55. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2007.01.021]
7. Penitente-Filho JM, Carrascal E, Oliveira FA, Zolini AM, Oliveira CT, Costa Soares ÍA, et al. Influence of dominant follicle and corpus luteum on recovery of good quality oocytes for in vitro embryo production in Cattle. Brit Biotech J 2014; 4: 1305-1312. [DOI:10.9734/BBJ/2014/13829]
8. Mann GE, Lamming GE, Robinson RS, Wathes DC. The regulation of interferon-tau production and uterine hormone receptors during early pregnancy. J Reprod Fertil Suppl 1998; 54: 317-328.
9. Powell ML, Kavanaugh S, Sower SA. Identification of a functional corpus luteum in the Atlantic hagfish, Myxine glutinosa. Gen Comp Endocrinol 2006; 148: 95-101. [DOI:10.1016/j.ygcen.2006.01.003]
10. Field PA. Relaxin and other luteal secretory peptides: cell localization and function in the ovary. In: Familiari G, Makabe S, Motta PM (eds.). Ultrastructure of the Ovary. Kluwer Academic Publishers; 1991: 177-198. [DOI:10.1007/978-1-4615-3944-5_12]
11. Boediono A, Rajamahendran R, Saha S, Sumantri C, Suzuki T. Effect of the presence of a CL in the ovary on oocyte number, cleavage rate and blastocyst production in vitro in cattle. Theriogenology 1993; 43: 169. [DOI:10.1016/0093-691X(95)92323-2]
12. Sugulle AH, Dochi O, Koyama H. Developmental competence of bovine oocytes selected by Brilliant Cresyl Blue Staining: Effect of the presence of corpus luteum on embryo development. J Mammalian Ova Research 2008; 25: 50-55. [DOI:10.1274/jmor.25.50]
13. Mirshamsi SM, Shabankareh HK. Selection of developmentally competent sheep zygotes using the Brilliant Cresyl Blue (BCB) test, after IVF. Small Ruminant Research 2012; 105: 250-254. [DOI:10.1016/j.smallrumres.2012.02.016]
14. Mirshamsi SM, KaramiShabankareh H, Ahmadi-Hamedani M, Soltani L, Hajarian H, Abdolmohammadi A. Combination of oocyte and zygote selection bybrilliant cresyl blue (BCB) test enhanced prediction of developmental potential to the blastocyst in cattle. Anim Reprod Sci 2013; 136: 245–251. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2012.11.002]
15. Motlik J, Fulka J. Factors affecting meiotic competence in pig oocytes. Theriogenology 1986; 25: 87-96. [DOI:10.1016/0093-691X(86)90185-8]
16. Yoon K-W, Shin T-Y, Park J-I, Roh S, Lim JM, Lee B-C, et al. Development of porcine oocytes from preovulatory follicles of different sizes after maturation in media supplemented with follicular fluids. Reprod Fertility Dev 2001; 12: 133-139. [DOI:10.1071/RD00027]
17. Beker-van Woudenberg AR, Zeinstra EC, Roelen BA, Colenbrander B, Bevers MM. Developmental competence of bovine oocytes after specific inhibition of MPF kinase activity: effect of estradiol supplementation and follicle size. Anim Reprod Sci 2006; 92: 231-240. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2005.05.026]
18. Blondin P, Sirard M-A. Oocyte and follicular morphology as determining characteristics for developmental competence in bovine oocytes. Mol Reprod Dev 1995; 41: 54-62. [DOI:10.1002/mrd.1080410109]
19. Machatkova M, Krausova K, Jokesova E, Tomanek M. Developmental competence of bovine oocytes: effects of follicle size and the phase of follicular wave on in vitro embryo production. Theriogenology 2004; 61: 329-335. [DOI:10.1016/S0093-691X(03)00216-4]
20. Shabankareh HK, Kor NM, Hajarian H. The influence of the corpus luteum on metabolites composition of follicular fluid from different sized follicles and their relationship to serum concentrations in dairy cows. Anim Reprod Sci 2013; 140: 109-114. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2013.06.018]
21. Parrish J, Susko-Parrish J, Leibfried-Rutledge M, Critser E, Eyestone W, First N. Bovine in vitro fertilization with frozen-thawed semen. Theriogenology 1986; 25: 591-600. [DOI:10.1016/0093-691X(86)90143-3]
22. Lawitts JA, Biggers JD. Culture of preimplantation embryos. Methods Enzymol 1993; 225: 153-164. [DOI:10.1016/0076-6879(93)25012-Q]
23. Fukuda M, Fukuda K, Andersen CY, Byskov AG. Contralateral selection of dominant follicle favours pre-embryo development. Hum Reprod 1996; 11: 1958-1962. [DOI:10.1093/oxfordjournals.humrep.a019524]
24. Pirestani A, Hosseini SM, Hajian M, Forouzanfar M, Moulavi F, Abedi P, et al. Effect of ovarian cyclic status on in vitro embryo production in cattle. Int J Fertil Steril 2010; 4: 172-175.
25. Filho FT, Santos MHB, Carrazzoni PG, Paula-Lopes FF, Neves JP, Bartolomeu CC, et al. Follicular dynamics in Anglo-Nubian goats using transrectal and transvaginal ultrasound. Small Ruminant Research 2007; 72: 51-56. [DOI:10.1016/j.smallrumres.2006.08.007]
26. Islam MR, Khandoker MA, Afroz S, Rahman MG, Khan RI. Qualitative and quantitative analysis of goat ovaries, follicles and oocytes in view of in vitro production of embryos. J Zhejiang Univ Sci B 2007; 8: 465-469. [DOI:10.1631/jzus.2007.B0465]
27. Kumar N, Paramasivan S, Sood P, Singh M. Micrometry of different category oocytes recovered from goat ovaries. Indian J Anim Sci 2004; 74.
28. Jamil H, Samad HA, Qureshi ZI, Rehman NU, Lodhi LA. Harvesting and evaluation of riverine buffalo follicular oocytes. Turk J Vet Anim Sci 2008; 32: 25-30.
29. Findlay J, Drummond A, Dyson M, Baillie A, Robertson D, Ethier J-F. Production and actions of inhibin and activin during folliculogenesis in the rat. Mol Cell Endocrinol 2001; 180: 139-144. [DOI:10.1016/S0303-7207(01)00521-4]
30. Shabankareh HK, Habibizad J, Torki M. Corpus luteum function following single and double ovulation during estrous cycle in Sanjabi ewes. Anim Reprod Sci 2009; 114: 362-369. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2008.10.011]
31. Berisha B, Pfaffl MW, Schams D. Expression of estrogen and progesterone receptors in the bovine ovary during estrous cycle and pregnancy. Endocrine 2002; 17: 207-214. [DOI:10.1385/ENDO:17:3:207]
32. Adams G. Comparative patterns of follicle development and selection in ruminants. J Reprod Fertil Suppl 1999; 54: 17-32.
33. Effects of a 6-Day treatment with medroxyprogesterone acetate after prostaglandin F2α-induced luteolysis at midcycle on antral follicular development and ovulation rate in nonprolific western white-Faced Ewes. Biol Reprod 2003; 68, 1403–1412. [DOI:10.1095/biolreprod.102.007278]
34. Bartlewski PM, Beard AP, Rawlings NC. Ultrasonographic study of the effects of the corpus luteum on antral follicular development in unilaterally ovulating western white-faced ewes. Anim Reprod Sci 2001; 65: 231-244. [DOI:10.1016/S0378-4320(00)00229-3]
35. Sangha G, Sharma R, Guraya S. Biology of corpus luteum in small ruminants. Small Rumin Res 2002; 43: 53-64. [DOI:10.1016/S0921-4488(01)00255-3]
36. Campbell BK, Picton HM, Mann GE, McNeilly AS, Baird DT. Effect of steroid-and inhibin-free ovine follicular fluid on ovarian follicles and ovarian hormone secretion. J Reprod Fertil 1991; 93: 81-96. [DOI:10.1530/jrf.0.0930081]
37. Vassena R, Mapletoft RJ, Allodi S, Singh J, Adams GP. Morphology and developmental competence of bovine oocytes relative to follicular status. Theriogenology 2003; 60: 923-932. [DOI:10.1016/S0093-691X(03)00101-8]
38. Taylor C, Rajamahendran R. Effect of mid-luteal phase progesterone levels on the first wave dominant follicle in cattle. Can J Anim Sci 1994; 74: 281-285. [DOI:10.4141/cjas94-039]
39. Penitente-Filho JM, Jimenez CR, Zolini AM, Carrascal E, Azevedo JL, Silveira CO, et al. Influence of corpus luteum and ovarian volume on the number and quality of bovine oocytes. Anim Sci J 2015; 86: 148-152. [DOI:10.1111/asj.12261]
40. Takuma T, Otsubo T, Kurokawa Y, Otoi T. 416 Effects of the corpus luteum within the ovary on the follicular dynamics after follicular aspiration and on the developmental competance of aspirated oocytes. Reprod Fertil Deve 2006; 19: 324. [DOI:10.1071/RDv19n1Ab416]
41. Lequarre AS, Vigneron C, Ribaucour F, Holm P, Donnay I, Dalbiès-Tran R, et al. Influence of antral follicle size on oocyte characteristics and embryo development in the bovine. Theriogenology 2005; 63: 841-859. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2004.05.015]
42. Crozet N, Ahmed-Ali M, Dubos M. Developmental competence of goat oocytes from follicles of different size categories following maturation, fertilization and culture in vitro. J Reprod Fertil 1995; 103: 293-298. [DOI:10.1530/jrf.0.1030293]
43. Hyttel P, Fair T, Callesen H, Greve T. Oocyte growth, capacitation and final maturation in cattle. Theriogenology 1997; 47: 23-32. [DOI:10.1016/S0093-691X(96)00336-6]
44. Shabankareh HK, Habibizad J, Sarsaifi K, Cheghamirza K, Jasemi VK. The effect of the absence or presence of a corpus luteum on the ovarian follicular population and serum oestradiol concentrations during the estrous cycle in Sanjabi ewes. Small Rumin Res 2010; 93: 180-185. [DOI:10.1016/j.smallrumres.2010.06.002]
45. Acosta TJ, Miyamoto A. Vascular control of ovarian function: ovulation, corpus luteum formation and regression. Anim Reprod Sci 2004; 82: 127-140. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2004.04.022]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
