پنجشنبه 28 فروردین 1404
[Archive]
دوره 16، شماره 6 - ( 3-1397 )
جلد 16 شماره 6 صفحات 378-373 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Gurel H, Baspinar N, Peker Akalin P, Altunok V, Kazak F. Erythrocyte and spermatozoa glucose-6-phosphate dehydrogenase activity in merino rams: An experimental study. IJRM 2018; 16 (6) :373-378
URL: http://ijrm.ir/article-1-1132-fa.html
URL: http://ijrm.ir/article-1-1132-fa.html
فعالیت گلوکز-6-فسفات دهیدروژناز در اریتروسیت و اسپرم در قوچ مرینو: یک مطالعه تجربی. International Journal of Reproductive BioMedicine. 1397; 16 (6) :373-378
چکیده: (3269 مشاهده)
مقدمه: گلوکز -6-فسفات دهیدروژناز اولین آنزیم مسیر متابولیسم پنتوز فسفات است که عوامل احیاکننده را با حفظ سطح کاهش آدنین دینوکلئوتید فسفات نیکوتینامید حفظ می کند. در این مطالعه، فعالیت گلوکز-6-فسفات دهیدروژناز در اریتروسیت و اسپرم در قوچ مرینو در فصلهای زادوولد و غیر زادوولد مشخص شد و ارتباط فعالیت گلوکز 6-فسفات دهیدروژناز و پارامترهای کیفیت اسپرم برای بهتر درک کردن نقش این آنزیم در فصلهای زادوولد و غیر زادوولد در باروری جنس نر مورد بررسی قرار گرفت.
هدف: این مطالعه با هدف تعیین فعالیت گلوکز 6-فسفات دهیدروژناز (G6PD) اریتروسیت و اسپرم در فصلهای زادوولد و غیر زادوولد در قوچهای مرینو انجام شد. همچنین هدف از این مطالعه تعیین رابطه این پارامترها با پارامترهای کیفی اسپرم بود.
موارد و روش ها: در این مطالعه تجربی، 14 قوچ مرینو 2-5/1 ساله سالم وارد شد. نمونههای انزالی از قوچها با استفاده از واژن مصنوعی، در ماه اکتبر (فصل زادوولد) و آوریل (فصل غیر زادوولد) با توجه به روش استاندارد AI جمعآوری شد. پس از جمعآوری نمونه منی، اسپرم از طریق سانتریفوژ تهیه و پلت سلولی به دست آمد. نمونههای خون قبل از جمعآوری اسپرم گرفته و اریتروسیت به دست آمد. اسپرم در رابطه با حجم (میلی لیتر)، تحرک (%)، فعالیت توده (1-5)، غلظت (106)، زنده ماندن (%)، مورفولوژی آکروزوم غیرطبیعی (%) و مورفولوژی اسپرم غیرطبیعی (%) مورد بررسی قرار گرفت. فعالیت G6PD اریتروسیت و اسپرم تعیین شد و ارتباط پارامترهای اسپرم با فعالیت G6PD مورد بررسی قرار گرفت.
نتایج: فعالیت G6PD اریتروسیت در فصل زادوولد (292/01±192/01U/g هموگلوبین) در گروه غیر زادوولد (هماتوکریت 0/066±0/067 U/g هموگلوبین) بالاتر بود (0/000p=). فعالیت G6PD اسپرم در فصل زادوولد (پروتئین 28/41±129/45 U/g پروتئین) در مقایسه با فصل غیر زادوولد (92/94±36/96 U/g پروتئین) بود (0/000p=). در مقایسه با دوره غیر زادوولد (5/38±14/99 g/dl) در دوره زادوولد (24/24±7/88 میلی گرم در دسی لیتر)، میزان پروتئین کل اسپرماتوز در مقادیر پایین (0/004p=). یافت شد. در میان پارامترهای اسپرم بررسی شده، حجم انزال (0/004p=)، زندهمانی (0/026p=) و میزان مورفولوژی آکروزوم غیرطبیعی (0/006=p) در فصل زادوولد بیشتر بود (2/06±36/36 میلی لیتر، 3/49±82/3، به ترتیب 0/27%) نسبت به فصل غیر زادوولد (12/16±0/12 میلی لیتر، 32/23±73/21%، به ترتیب 0/34±1/29%). نرخ مورفولوژی غیرطبیعی اسپرم در فصل زادوولد (68/66±7/36، 0/000p=) در مقایسه با فصل غیر زادوولد (21/81±0/87%) پایین بود. تنها یک ارتباط مثبت بین فعالیت G6PD اسپرم و غلظت اسپرم در فصل زادوولد یافت شد (0/05>r=0/053,p).
نتیجه گیری: در ماه اکتبر نسبت به ماه آوریل فعالیت G6PD اریتروسیت کاهش و فعالیت G6PD اسپرم افزایش یافت. همبستگی مثبت بین فعالیت G6PD اسپرم و غلظت اسپرم در ماه اکتبر یافت شد. فعالیت G6PD اسپرم در ماه اکتبر، جایی که سطح PUFA افزایش مییابد، ممکن است منجر به افزایش نیاز به NADPH و در نتیجه افزایش فعالیت G6PD برای تعادل اکسیداتیو شود.
هدف: این مطالعه با هدف تعیین فعالیت گلوکز 6-فسفات دهیدروژناز (G6PD) اریتروسیت و اسپرم در فصلهای زادوولد و غیر زادوولد در قوچهای مرینو انجام شد. همچنین هدف از این مطالعه تعیین رابطه این پارامترها با پارامترهای کیفی اسپرم بود.
موارد و روش ها: در این مطالعه تجربی، 14 قوچ مرینو 2-5/1 ساله سالم وارد شد. نمونههای انزالی از قوچها با استفاده از واژن مصنوعی، در ماه اکتبر (فصل زادوولد) و آوریل (فصل غیر زادوولد) با توجه به روش استاندارد AI جمعآوری شد. پس از جمعآوری نمونه منی، اسپرم از طریق سانتریفوژ تهیه و پلت سلولی به دست آمد. نمونههای خون قبل از جمعآوری اسپرم گرفته و اریتروسیت به دست آمد. اسپرم در رابطه با حجم (میلی لیتر)، تحرک (%)، فعالیت توده (1-5)، غلظت (106)، زنده ماندن (%)، مورفولوژی آکروزوم غیرطبیعی (%) و مورفولوژی اسپرم غیرطبیعی (%) مورد بررسی قرار گرفت. فعالیت G6PD اریتروسیت و اسپرم تعیین شد و ارتباط پارامترهای اسپرم با فعالیت G6PD مورد بررسی قرار گرفت.
نتایج: فعالیت G6PD اریتروسیت در فصل زادوولد (292/01±192/01U/g هموگلوبین) در گروه غیر زادوولد (هماتوکریت 0/066±0/067 U/g هموگلوبین) بالاتر بود (0/000p=). فعالیت G6PD اسپرم در فصل زادوولد (پروتئین 28/41±129/45 U/g پروتئین) در مقایسه با فصل غیر زادوولد (92/94±36/96 U/g پروتئین) بود (0/000p=). در مقایسه با دوره غیر زادوولد (5/38±14/99 g/dl) در دوره زادوولد (24/24±7/88 میلی گرم در دسی لیتر)، میزان پروتئین کل اسپرماتوز در مقادیر پایین (0/004p=). یافت شد. در میان پارامترهای اسپرم بررسی شده، حجم انزال (0/004p=)، زندهمانی (0/026p=) و میزان مورفولوژی آکروزوم غیرطبیعی (0/006=p) در فصل زادوولد بیشتر بود (2/06±36/36 میلی لیتر، 3/49±82/3، به ترتیب 0/27%) نسبت به فصل غیر زادوولد (12/16±0/12 میلی لیتر، 32/23±73/21%، به ترتیب 0/34±1/29%). نرخ مورفولوژی غیرطبیعی اسپرم در فصل زادوولد (68/66±7/36، 0/000p=) در مقایسه با فصل غیر زادوولد (21/81±0/87%) پایین بود. تنها یک ارتباط مثبت بین فعالیت G6PD اسپرم و غلظت اسپرم در فصل زادوولد یافت شد (0/05>r=0/053,p).
نتیجه گیری: در ماه اکتبر نسبت به ماه آوریل فعالیت G6PD اریتروسیت کاهش و فعالیت G6PD اسپرم افزایش یافت. همبستگی مثبت بین فعالیت G6PD اسپرم و غلظت اسپرم در ماه اکتبر یافت شد. فعالیت G6PD اسپرم در ماه اکتبر، جایی که سطح PUFA افزایش مییابد، ممکن است منجر به افزایش نیاز به NADPH و در نتیجه افزایش فعالیت G6PD برای تعادل اکسیداتیو شود.
نوع مطالعه: Original Article |
فهرست منابع
1. Ho HY, Cheng ML, Chiu DT. Glucose-6-phosphate dehydrogenase-from oxidative stress to cellular functions and degenerative diseases. Redox Rep 2007; 12: 109-118. [DOI:10.1179/135100007X200209]
2. Aitken J, Fischer H. Reactive oxygen species generation and human spermatozoa: the balance of benefit and risk. Bioassays 1994; 16: 259-267. [DOI:10.1002/bies.950160409]
3. Gadea J, Selles E, Marco MA, Coy P, Matas C, Romar R, et al. Decrease in glutathione content in boar sperm after cryopreservation, Effect of the addition of reduced glutathione to the freezing and thawing extenders. Theriogenology 2004; 62: 690-701. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2003.11.013]
4. Urner F, Sakkas D. A possible role of the pentose phosphate pathway of spermatozoa in gamete fusion in the mouse. Biol Reprod 1999; 60: 733-739. [DOI:10.1095/biolreprod60.3.733]
5. Miraglia E, Lussiana C, Viarisio D, Racca C, Cipriani A, Gazzano E, et al. The pentose phosphate pathway plays an essential role in supporting human sperm capacitation, Fertil Steril 2010; 93: 2437-2440. [DOI:10.1016/j.fertnstert.2009.09.005]
6. Luna C, Serrano E, Domingo J, Casao A, Pérez-Pé R, Cebrián-Pérez JA, et al. Expression, cellular localization, and involvement of the pentose phosphate pathway enzymes in the regulation of ram sperm capacitation. Theriogenology 2016; 86: 704-714. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2016.02.024]
7. Bajpai M, Gopal G, Setty BS. Changes in carbohydrate metabolism of testicular germ cells during meiosis in the rat. Eur J Endocrin 1998; 138: 322-327. [DOI:10.1530/eje.0.1380322]
8. Azawi OI, Ismaeel MA. Effects of seasons on some semen parameters and bacterial contamination of Awassi ram semen. Reprod Domest Anim 2012; 47: 403-406. [DOI:10.1111/j.1439-0531.2011.01888.x]
9. Marti E, Mara L, Marti JI, Muino-Blanco T, Cebrian-Perez JA. Seasonal variations in antioxidant enzyme activity in ram seminal plasma. Theriogenology 2007; 67: 1446-1454. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2007.03.002]
10. Sarkar S, Nelson AJ, Jones OW. Glucose-6-phosphate dehydrogenase activity of human sperm. J Med Genet 1977; 14: 250-255. [DOI:10.1136/jmg.14.4.250]
11. Bergamo P, Volpea MG, SLorenzetti S, Mantovani A, Notari T, Cocca E, et al. Human semen as an early, sensitive biomarker of highly pollutedliving environment in healthy men: A pilot biomonitoring study ontrace elements in blood and semen and their relationship with spermquality and Redox status. Reprod Toxicol 2016; 66: 1-9. [DOI:10.1016/j.reprotox.2016.07.018]
12. Kasperczyk A, Dobrakowski M, Czuba ZP, Horak S, Kasperczyk S. Environmental exposure to lead induces oxidative stress and modulates the function of the antioxidant defense system and the immune system in the semen of males with normal semen profile. Toxicol Appl Pharmacol 2015; 284: 339-344. [DOI:10.1016/j.taap.2015.03.001]
13. Roshankhah S, Rostami-Far Z, Shaveisi-Zadeh F, Movafagh A, Bakhtiari M, Shaveisi-Zadeh J. Glucose-6-phosphate dehydrogenase deficiency does not increase the susceptibility of sperm to oxidative stress induced by H2O2. Clin Exp Reprod Med 2016; 43: 193-198. [DOI:10.5653/cerm.2016.43.4.193]
14. Kawakami E, Arai T, Nakamura U. Effects of medium containing heparin and theophylline on capacitation and metabolic enzyme activities of ejaculated spermatozoa from dogs with asthenozoospermia. Anim Reprod Sci 1999; 54: 251-259. [DOI:10.1016/S0378-4320(98)00158-4]
15. Paulenz H, Söderquist L, Perez-Pe R, Berg KA. Effect of different extenders and storage temperatures on sperm viability of liquid ram semen. Theriogenology 2002; 57: 823-836. [DOI:10.1016/S0093-691X(01)00683-5]
16. Evans G, Maxwell WMC. Handling and Examination of Semen. In: Maxwell W.M.C. (eds), Salamon's Artificial Insemination of Sheep and Goat. Butterworths, Sydney; 1987: 93-106.
17. Bearden HJ, Fuquay JW, Willard ST. Applied Animal Reproduction. Prentice Hall: US; 2004.
18. Revel SG, Mrode RA. An osmotic resistance test for bovine semen. Anim Reprod Sci 1994; 36: 77-86. [DOI:10.1016/0378-4320(94)90055-8]
19. Schafer S, Holzmann A. The use of transmigration and sperma stain to evaluate epididymal cat spermatozoa. Anim Reprod Sci 2000; 59: 201-211. [DOI:10.1016/S0378-4320(00)00073-7]
20. Akalın PP, Başpinar N, Çoyan K, Bucak MN, Güngör Ş, Öztürk C. Effects of ultrasonication on damaged spermatozoa and mitochondrial activity rate. Turk J Vet Anim Sci 2016; 40: 195-199. [DOI:10.3906/vet-1507-18]
21. Beutler E. Red cell metabolism. In: A manuel of Biochemical Method's, Orlanda, Grune & Stratton Inc, USA; 1984: 68-71.
22. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantitation of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem 1976; 72: 248-251. [DOI:10.1016/0003-2697(76)90527-3]
23. Kletzien RF, Harris PK, Foellmi LA. Glucose-6-phosphate dehydrogenase: a "housekeeping" enzyme subject to tissue-specific regulation by hormones, nutrients, and oxidant stress. FASEB J 1994; 8: 174-181. [DOI:10.1096/fasebj.8.2.8119488]
24. Salati LM, Amir-Ahmadi B. Dietary regulation of expression of glucose-6-phosphate dehydrogenase. Annu Rev Nutr 2001; 21: 121-140. [DOI:10.1146/annurev.nutr.21.1.121]
25. Cheun LH. Glucose-6-phosphate dehydrogenase activity in erythrocytes of experimental animals. J Clin Pathol 1966; 19: 614-616. [DOI:10.1136/jcp.19.6.614]
26. Maronpot RR. Erythrocyte glucose-6-phosphate dehydrogenase and glutathione deficiency in sheep. Can J Comp Med 1972; 36: 55-60.
27. Yoshida A, Stamatoyannopoulos G, Motulsky AG. Negro variant of glucose-6-phosphate dehydrogenase deficiency (A-) in man. Science 1967; 155: 97-99. [DOI:10.1126/science.155.3758.97]
28. Folch J. Influence of age, photoperiodism and temperature on semen production of rams. In: Courot M., Martinus N. (eds), The Male In Farm Animal Reproduction. Amsterdam; 1984: 141-160.
29. Argov-Argaman N, Mahgrefteh K, Zeron Y, Roth Z. Season-induced variation in lipid composition is associated with semen quality in Holstein bulls. Reproduction 2013; 145: 479-489. [DOI:10.1530/REP-12-0498]
30. Alvarez JG, Storey BT. Differential incorporation of fatty acids into and peroxidative loss of fatty acids from phospholipids of human spermatozoa. Mol Reprod Dev 1995; 42: 334-346. [DOI:10.1002/mrd.1080420311]
31. Yeni D, Gündoğan M, Ciğerci İH, Avdatek F, Fidan AF. Seasonal variation of oxidative stress parameters in ram seminal plasma. J Anim Vet Adv 2010; 9: 49-54. [DOI:10.3923/javaa.2010.49.54]
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
