شنبه 1 اردیبهشت 1403
[Archive]
دوره 10، شماره 3 - ( 4-1391 )
جلد 10 شماره 3 صفحات 264-257 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Rashidi Z, Azadbakht M, Khazaei M. Hydrostatic pressure improves in-vitro maturation of oocytes derived from vitrified-warmed mouse ovaries. IJRM 2012; 10 (3) :257-264
URL: http://ijrm.ir/article-1-277-fa.html
URL: http://ijrm.ir/article-1-277-fa.html
رشیدی زهرا، آزادبخت مهری، خزاعی مظفر. فشار هیدرواستاتیک بلوغ آزمایشگاهی اووسیتهای حاصل از تخمدان منجمد- ذوب موش را بهبود می‌بخشد. International Journal of Reproductive BioMedicine. 1391; 10 (3) :257-264
زهرا رشیدی1 
، مهری آزادبخت2 ، مظفر خزاعی* 3
، مهری آزادبخت2 ، مظفر خزاعی* 3
1- مرکز تحقیقات باروری و ناباروری، دانشگاه علوم پزشکی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران
2- گروه زیست شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه رازی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران
3- مرکز تحقیقات باروری و ناباروری، دانشگاه علوم پزشکی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران ، mkhazaei1345@yahoo.com
2- گروه زیست شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه رازی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران
3- مرکز تحقیقات باروری و ناباروری، دانشگاه علوم پزشکی کرمانشاه، کرمانشاه، ایران ، mkhazaei1345@yahoo.com
چکیده: (2494 مشاهده)
مقدمه: موفقیت حفاظت انجمادی دارای محدودیتهایی است و بلوغ آزمایشگاهی برای بهبود نتایج آن بکار میرود. فشار هیدرواستاتیک نقش مهمی در تکامل فولیکولی ایفا میکند.
هدف: مطالعه حاضر برای بررسی اثر فشار هیدرواستاتیک (HP) بر بلوغ آزمایشگاهی اووسیت و مرگ سلولی در سلولهای کومولوسی ناشی از تخمدان منجمد-ذوب در موش کوچک طراحی گردید.
مواد و روش ها: فولیکولهای پیش تخمکگذاری از تخمدانهای غیر منجمد و منجمد-ذوب موش ماده نژاد NMRI در محدوده سنی 8-6 هفته گرفته شد و بهطور تصادفی به چهار گروه غیر منجمد (کنترل)، غیر منجمد با اعمال HP (تیمار I)، منجمد-ذوب (تیمار II)، و منجمد-ذوب با دریافت HP (تیمار III) تقسیم گردیدند. فولیکولهای گروههای Iو IIIبه مدت 30 دقیقه تحت فشار هیدرواستاتیک (20 میلیمتر جیوه) قرار و تمام گروهها برای مدت 24 ساعت کشت داده شدند و سپس بلوغ آزمایشگاهی اووسیتها ارزیابی گردید. میزان زنده ماندن و آپوپتوز سلولهای کومولوسی و اووسیتها به ترتیب با رنگآمیزی فوق حیاتی هستهای و روش تانل ارزیابی شد.
نتایج: اووسیتهای حاصل از فولیکولهای گروههای کنترل (3/1±23/5) و II (4/6±15/003) در صد کمتری از مرحله متافاز II (MII) را نسبت به گروههای I (3/2±32/7) و III(4/6±25/5) نشان دادند (0/05>p). زنده ماندن سلولهای کومولوسی در گروههای I، II و III (83/4% ، 83/30% و77/7%) در مقایسه با کنترل (986%) کاهش داشت (0/05>p). ضریب آپوپتوزی سلولهای کومولوسی و مجموعه اووسیت در گروههایI و III (0/8±10/7 و 0/8±15/3) بالاتر از گروه کنترل (0/5±6/7) و II (0/5± 9/7) بود (05/0>p).
نتیجه گیری: نتایج نشان میدهد که HP اثر ملایمی بر مرگ سلولی در سلولهای کومولوسی بدون اثر جانبی بر اووسیت اعمال میکند. هرچند این میتواند به عنوان یک نیروی مکانیکی برای بهبود بلوغ اووسیتی در اووسیتهای ناشی از تخمدان منجمد-ذوب موش بکار رود.
هدف: مطالعه حاضر برای بررسی اثر فشار هیدرواستاتیک (HP) بر بلوغ آزمایشگاهی اووسیت و مرگ سلولی در سلولهای کومولوسی ناشی از تخمدان منجمد-ذوب در موش کوچک طراحی گردید.
مواد و روش ها: فولیکولهای پیش تخمکگذاری از تخمدانهای غیر منجمد و منجمد-ذوب موش ماده نژاد NMRI در محدوده سنی 8-6 هفته گرفته شد و بهطور تصادفی به چهار گروه غیر منجمد (کنترل)، غیر منجمد با اعمال HP (تیمار I)، منجمد-ذوب (تیمار II)، و منجمد-ذوب با دریافت HP (تیمار III) تقسیم گردیدند. فولیکولهای گروههای Iو IIIبه مدت 30 دقیقه تحت فشار هیدرواستاتیک (20 میلیمتر جیوه) قرار و تمام گروهها برای مدت 24 ساعت کشت داده شدند و سپس بلوغ آزمایشگاهی اووسیتها ارزیابی گردید. میزان زنده ماندن و آپوپتوز سلولهای کومولوسی و اووسیتها به ترتیب با رنگآمیزی فوق حیاتی هستهای و روش تانل ارزیابی شد.
نتایج: اووسیتهای حاصل از فولیکولهای گروههای کنترل (3/1±23/5) و II (4/6±15/003) در صد کمتری از مرحله متافاز II (MII) را نسبت به گروههای I (3/2±32/7) و III(4/6±25/5) نشان دادند (0/05>p). زنده ماندن سلولهای کومولوسی در گروههای I، II و III (83/4% ، 83/30% و77/7%) در مقایسه با کنترل (986%) کاهش داشت (0/05>p). ضریب آپوپتوزی سلولهای کومولوسی و مجموعه اووسیت در گروههایI و III (0/8±10/7 و 0/8±15/3) بالاتر از گروه کنترل (0/5±6/7) و II (0/5± 9/7) بود (05/0>p).
نتیجه گیری: نتایج نشان میدهد که HP اثر ملایمی بر مرگ سلولی در سلولهای کومولوسی بدون اثر جانبی بر اووسیت اعمال میکند. هرچند این میتواند به عنوان یک نیروی مکانیکی برای بهبود بلوغ اووسیتی در اووسیتهای ناشی از تخمدان منجمد-ذوب موش بکار رود.
نوع مطالعه: Original Article |
فهرست منابع
1. Sztein JM, O'Brien MJ, Farley JS, Mobraaten LE, Eppig JJ. Rescus of oocytes from antral follicles of cryopreservation mouse ovaries: competence to undergo maturation, embryology and development to term. Hum Reprod 2000; 15: 567-571. [DOI:10.1093/humrep/15.3.567]
2. Newton H, Illingworth P. In-vitro growth of murine pre-antral follicles after isolation from cryopreserved ovarian tissue. Hum Reprod 2001; 16: 423-429. [DOI:10.1093/humrep/16.3.423]
3. Fabbri R, Porcu E, Marsella T, Rocchetta G, Venturoli S, Flamigni C. Human oocyte cryopreservation: new perspectives regarding oocyte survival. Hum Reprod 2001; 16: 411-416. [DOI:10.1093/humrep/16.3.411]
4. Abir R, Roizman P, Fisch B, Nitke S, Okon E, Orvieto R, et al. Pilot study of isolated early human follicles cultured in collagen gels for 24 hours. Hum Reprod 1999; 14: 1299-1301. [DOI:10.1093/humrep/14.5.1299]
5. Wu J, Emery BR, Carrell DT. In-vitro growth, maturation, fertilization, and embryonic development of oocytes from porcine preantral follicles. Biol Reprod 2001; 64: 375-381. [DOI:10.1095/biolreprod64.1.375]
6. Segino M, Ikeda M, Hirahara F, Sato K. In-vitro follicular development of cryopreserved mouse ovarian tissue. Reproduction 2005; 130: 187-192. [DOI:10.1530/rep.1.00515]
7. Rodrigues AP, Amorim CA, Costa SH, Matos MH, Santos RR, Lucci CM, et al. Cryopreservation of caprine ovarian tissue using glycerol and ethylene glycol. Theriogenology 2004; 61: 1009-1024. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2003.04.001]
8. Rodrigues AP, Amorim CA, Costa SH, Matos MH, Santos RR, Lucci CM, et al. Cryopreservation of caprine ovarian tissue using dimethylsulphoxide and propanediol. Anim Reprod Sci 2004; 84: 211-227. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2003.12.003]
9. Hasegawa A, Mochida N, Ogasawara T, Koyama K. Pup birth from mouse oocytes in preantral follicles derived from vitrified and warmed ovaries followed by in-vitro growth, in-vitro maturation, and in vitro fertilization. Fertil Steril 2006; 86: 1182-1192. [DOI:10.1016/j.fertnstert.2005.12.082]
10. Kagawa N, Kuwayama M, Nakata K, Vajta G, Silber S, Manabe N, et al. Production of the first offspring from oocytes derived from fresh and cryopreserved pre- antral follicles of adult mice. Reprod Biomed Online 2007; 14: 693-699. [DOI:10.1016/S1472-6483(10)60670-0]
11. Babaei H, Nematallahi-Mahani SN, Kheradmand A. The effects of Vitamin A administration on the development of vitrified-warmed mouse blastocyst. Anim reprod 2006; 95: 125-133. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2005.09.013]
12. Du Y, Pribenszky CS, Molnar M, Zhang X, Yang H, Kuwayama M, et al. High hydrostatic pressure: a new way to improve in vitro developmental competence of porcine matured oocyte after vitrification. Reproduction 2008; 135: 13-17. [DOI:10.1530/REP-07-0362]
13. Pribenszky C, Vajta G. Sublethal hydrostatic pressure treatment of gametes and embryos: a fundamentally new approach for improving assisted reproductive techniques. Reprod Fertil Dev 2011; 23: 48-55. [DOI:10.1071/RD10231]
14. Sugiyama S, Mcgowan M, Phillips N, Kafi M, Young M. Effects of increased ambient temperature during IVM and/or IVF on the in vitro development of bovine zygotes. Reprod Domes Anim 2007; 42: 271-274. [DOI:10.1111/j.1439-0531.2006.00776.x]
15. Smiljakovic T, Josipovic S, Kosovac O, Delic N, Aleksic S, Petrovic MM. The role of pH values in porcine reproductive tracts of male and female individuals. Biotech Anim Husband 2008; 24: 101-108. [DOI:10.2298/BAH0804101S]
16. Van Den Abbeel E, Schneider U, Liu J, Agca Y, Critser JK, Van Steirteghem A. Osmotic responses and tolerance limits to changes in external osmolalities, and oolemma permeability characteristics of human in vitro matured MII oocytes. Hum Reprod 2007; 22: 1959-1972. [DOI:10.1093/humrep/dem083]
17. Yamauchi N, Sasada H, Sugawara S. In-vitro maturation of porcine follicular oocyte using medium-II. Tohoku Agric Res 1995; 45: 55-60.
18. Smiljaković T, Sretenović Lj, Aleksić S. Influence of abiotic and biotic factors on maturation of oocytes (mammalian eggs) in-vitro conditions. Biotech Anim Husband 2009; 25: 505-522. [DOI:10.2298/BAH0906505S]
19. Smiljaković T, Tomek W. Meiotic maturation and in vitro maturation of bovin oocytes. Biotech in Anim Husb 2006; 22: 34-29 [DOI:10.2298/BAH0602029S]
20. Matousek M, Carati C, Gannon B, Brännström M. Novel method for intrafollicular pressure measurements in the rat ovary: increased intrafollicular pressure after hCG stimulation. Reproduction 2001; 121: 307-314. [DOI:10.1530/rep.0.1210307]
21. Agar A, Li Sh, Agarwal N, Coroneo MT, Hill MA. Retinal ganglion cell line apoptosis induced by hydrostatic pressure. Brain Res 2006; 1086: 191-200. [DOI:10.1016/j.brainres.2006.02.061]
22. Talbot P. Intrafollicular pressure promotes partial evacuation of the antrum during hamster ovulation in-vitro. J Exp Zool 1983; 226: 129-135. [DOI:10.1002/jez.1402260115]
23. Eimani H, Safari Mamzoji S, Soleimani Mehranjani M, Abnosic MH, Rezazadeh Valojerdi M, Eftekhari Yazdi P, et al. Survival rate of preantral follicles derived from vitrified neonate mouse ovarian tissue by cryotop and conventional methods. Bio Factors 2007; 31: 1-10. [DOI:10.1002/biof.5520310202]
24. Pesty A, Miyara F, Debey P, Lefevre B, Poirot C. Multiparameter assessment of mouse oogenesis during follicular growth in-vitro. Mol Hum Reprod 2007; 13: 3-9. [DOI:10.1093/molehr/gal089]
25. Lu D, Bai XC, Gui L, Su YC, Deng F, Liu B, et al. Hydrogen peroxide in the Burkitt's lymphoma cell line Raji provides protection against arsenic trioxide-induced apoptosis via the phosphoinositide-3 kinase signalling pathway. Br J of Haematol 2004; 125: 512-520. [DOI:10.1111/j.1365-2141.2004.04940.x]
26. Pocar P, Nestler D, Risch M, Fischer B. Apoptosis in bovine cumulus-oocyte complexes after exposure to polychlorinated biphenyl mixtures during in-vitro maturation. Reproduction 2005; 130: 857-868. [DOI:10.1530/rep.1.00761]
27. Suzuki H, Tsutsumi Y. Intraluminal pressure changes in the oviduct, uterus, and cervix of the mated rabbit. Biol Reprod 1981; 24: 723-733. [DOI:10.1095/biolreprod24.4.723]
28. Pribenszky C, Molnar M, Cseh S, Solti L. Improving post-thaw survival of cryopreserved mouse blastocysts by hydrostatic pressure challenge. Anim Reprod Sci 2005; 87: 143-150. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2004.09.007]
29. Pribenszky C, Molnar M, Horvath A, Harnos A, Szenci O. Hydrostatic pressure induced increase in post-thaw motility of frozen boar spermatozoa. Reprod Fertil Dev 2005; 18: 162-163. [DOI:10.1071/RDv18n2Ab109]
30. Pribenszky C, Du Y, Moln´ar M, Harnos A, Vajta G. Increased stress tolerance of matured pig oocyte by high hydrostatic pressure impulse. Anim Reprod Sci 2008; 106: 200-207. [DOI:10.1016/j.anireprosci.2008.01.016]
31. Sztein J, Sweet H, Forley J, Mobrraten L. Cryopreservation and orthotopic transplantation of mouse ovaries: new approach in gamete banking. Biol Reprod 1998; 58: 1071-1074. [DOI:10.1095/biolreprod58.4.1071]
32. Harp R, Leibach J, Black J. Keldahl Karow A. Cryopreservation of murine ovarian tissue. Cryobiology 1994; 31: 336-343. [DOI:10.1006/cryo.1994.1040]
33. Murdoch WJ, Gottsch ML. Proteolytic mechanisms in the ovulatory folliculo-luteal transformation. Connect Tissue Res 2003; 44: 50-57. [DOI:10.1080/03008200390151963]
34. Hendriksen PJM, Vos PLAM, Steenweg WNM, Bevers MM, Dieleman SJ. Bovine follicular development and its effect on the in-vitro competence of oocyte. Theriogenology 2000; 53: 11-20. [DOI:10.1016/S0093-691X(99)00236-8]
35. Ikeda S, Imai H, Yamada M. Apoptosis in cumulus cells during in vitro maturation of bovine cumulus-enclosed oocytes. Reproduction 2003; 125: 369-376. [DOI:10.1530/rep.0.1250369]
36. Demirci B, Salle B, Frappart L, Frank M, Guerin JF, Lornage J. Morphological alterations and DNA fragmentation in oocytes from primordial and primary follicles after freezing-thawing of ovarian cortex in sheep. Fertil Steril 2002; 77: 595-600. [DOI:10.1016/S0015-0282(01)03205-8]
37. Bedaiwy MR, Hossein MR. Histological evaluation and in situ localization of apoptosis in fresh and cryopreserved ovarian tissue. Middle East Fertil Soc 2004; 9: 163-173.
38. Rimon E, Cohen T, Dantes A, Hirsh L, Amit A, Lessing JB, et al. Apoptosis in cryopreserved human ovarian tissue obtained from cancer patients: a tool for evaluating cryopreservation utility. Int J Oncol 2005; 27: 345-353. [DOI:10.3892/ijo.27.2.345]
39. Yuan YQ, Van Soom A, Leroy JLMR, Dewulf J, Van Zeveren A, Kruif AD, et al. Apoptosis in cumulus cells, but not in oocytes, may influence bovine embryonic developmental competence. Theriogenology 2005; 63: 2147-2163. [DOI:10.1016/j.theriogenology.2004.09.054]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
